¿Para qué sirve la fijación de los tejidos?

Sirve para preservar la estructura celular y tisular lo más fielmente posible, evitando la autolisis y la putrefacción. Así la muestra puede estudiarse al microscopio.

¿Qué fijador se usa en microscopía electrónica?

El glutaraldehído se usa en microscopía electrónica y en mezclas con tetraóxido de osmio. El ácido crómico también se usa para este fin.

¿Qué fijador es mejor para tejidos delicados?

El líquido de Bouin es una alternativa al formol para tejidos delicados como la piel, los testículos, los embriones y los órganos endocrinos.

Fijadores histológicos: tipos, usos y propiedades

Resumen

Este documento explica la fijación de muestras biológicas para su estudio microscópico. La fijación conserva la estructura celular y tisular y evita la autolisis y la putrefacción. Presenta los fijadores simples, como el etanol, el formaldehído, el glutaraldehído y el tetraóxido de osmio, y las mezclas, como la formalina tamponada, el líquido de Bouin y el líquido de Carnoy, con sus propiedades y usos.

Puntos clave

La fijación busca preservar la estructura celular y tisular y evitar la autolisis y la putrefacción.
El formaldehído es el fijador universal en histología y es compatible con la mayoría de las tinciones.
El formaldehído provoca reticulación de las proteínas, es barato y es tóxico.
El glutaraldehído se usa en microscopía electrónica y en mezclas con tetraóxido de osmio.
El tetraóxido de osmio fija los ácidos grasos y se usa para la mielina y el método de Golgi.
La formalina tamponada previene el choque osmótico y el depósito de pigmentos de formol.
El líquido de Bouin es una alternativa al formol para tejidos delicados como la piel, los testículos o los embriones.
El líquido de Carnoy se considera el mejor para el glucógeno; está compuesto por etanol, ácido acético glacial y cloroformo.

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La fijación es un paso crucial en la preparación de muestras biológicas para su estudio microscópico. Este proceso busca preservar la estructura celular y tisular de la manera más fiel posible a su estado in vivo, evitando la autolisis y la putrefacción. A continuación, se detallan los fijadores más comunes, sus características y aplicaciones específicas.

Fijadores Simples

Etanol

Precipita glucógeno, conserva muestras y preserva enzimas.
Causa deshidratación.
Fijación rápida, mal mordiente, bactericida.

Ácido Acético

Precipita proteínas, fija ácidos nucleicos y nucleoproteínas.
Provoca cambio en el estado coloidal.
Se usa ácido acético glacial (puro), diluido en concentraciones del 1-5%.

Acetona

Utilizada en métodos histoquímicos e inmunohistoquímicos.
Preserva la estructura antigénica y enzimática.
Causa deshidratación.
Fija rápidamente y endurece los tejidos.
Se emplea a 4°C sin diluir.

Ácido Pícrico

Fijador estructural.
No disuelve glucógeno ni lípidos.
Forma sales (picratos).
Es explosivo y tiñe los tejidos de amarillo.

Formaldehído

Fijador universal en histología.
Preserva tejido nervioso y lípidos.
Provoca reticulación de las proteínas.
Compatible con la mayoría de las tinciones.
La velocidad de fijación varía según la temperatura.
Es barato y tóxico.

Glutaraldehído

Usado en microscopía electrónica (ME) y para piezas cerebrales.
Actúa como conservante.
Provoca reticulación de las proteínas.
Se usa en mezclas con tetraóxido de osmio.
Requiere concentraciones bajas.
Presenta menor velocidad de fijación.
Puede hinchar los tejidos.
Adecuado para perfusión.

Tetraóxido de Osmio

Fija ácidos grasos (ME).
Utilizado para mielina, tinciones argénticas y el método de Golgi.
Provoca reticulación de las proteínas.
Es caro, se descompone con la luz, volátil y tóxico.

Glioxal

Alternativa al formol.
Provoca reticulación de las proteínas.
Es caro y biodegradable.
No emite vapores.

Cloruro de Mercurio

Utilizado en estudios hematopoyéticos y renales.
Forma sales con los tejidos.
Es muy tóxico.
Actúa como buen mordiente.

Dicromato de Potasio

Preserva lípidos complejos, mielina, mitocondrias y aparato de Golgi.
Forma sales con los tejidos.
Presenta baja velocidad de penetración y no endurece.
Posee un buen efecto mordiente.

Ácido Tricloroacético

Fija nervios.
Provoca cambios en el estado coloidal.
Nunca lavar el tejido después de la fijación.

Ácido Crómico

Uso para microscopía electrónica (ME).
Provoca cambios en el estado coloidal.
En tinciones con colorantes básicos, actúa como buen mordiente y tiñe los tejidos de verde.
Lavar abundantemente después.

Fijadores Compuestos y Mezclas

Formalina Tamponada (Mezcla de Formaldehído)

Previene el choque osmótico y el depósito de pigmentos de formol.
Provoca reticulación de las proteínas.
Posee las características del formaldehído.
Fórmula: 10 ml de formalina pura, 4 g de fosfato sódico monobásico, 6.5 g de fosfato sódico dibásico y 900 ml de H₂O.

Líquido de Bouin

Alternativa al formol para tejidos delicados como piel, testículos, embriones y órganos endocrinos.
Preserva el núcleo y el glucógeno.
Tiene un pH muy ácido.
Composición: Formaldehído + Ácido Acético Glacial + Ácido Pícrico.

Líquido de Carnoy

Considerado el mejor para glucógeno e hidratos de carbono, y proteínas fibrilares.
Favorece la coloración de ácidos nucleicos.
Composición: Etanol + Ácido Acético Glacial + Cloroformo.

Fijador de Müller

Se utiliza para preparar otros fijadores como el de Orth y el de Zenker.
Provoca reticulación de las proteínas.
Tras la fijación, lavar con agua corriente.

Fijador de Orth

Utilizado para impregnación argéntica en tejido nervioso.
Provoca reticulación de las proteínas.
Se usa con solución madre o líquido de Müller.

Líquido de Helly

Utilizado para tinción nuclear en el sistema linfático y hematopoyético.
Forma sales con los tejidos.

Solución de B5

Fijador de elección para riñón, hígado, fibras de tejido conectivo y fibrina.

Glutaraldehído-Osmio

Uso para microscopía electrónica (ME).

Solución de Baker (Formol Cálcico)

Utilizada en técnicas de histoenzimología.