Experimentos de Química Farmacéutica: Constantes, Cinética y Absorción

Prácticas de Laboratorio de Química Farmacéutica

Práctica 3: Determinación de Constantes Hidrofóbicas

Metodología:

1. Preparación de la fase móvil: Se prepara una disolución 0.1 M de 50 ml de KH₂PO₂ y otra de 0.1 M de 39.5 ml de NaOH. La mezcla de ambas constituye la fase móvil.
2. Preparación de disoluciones de sulfamidas: Se disuelven 0.2 g de sulfamidas en un matraz aforado de 50 ml.
3. Se prepara la fase móvil en la cámara cromatográfica y se aplican muestras de las sulfamidas con capilares en la placa. Cuando la fase móvil alcanza la altura suficiente, se retira la placa y se rocía con HCl y p-dimetilaminobenzaldehído, que reaccionan con las sulfamidas volviendo el tono no visible a un amarillo fuerte.

Cuestiones:

• Rf: altura mancha / altura final de la fase móvil.
• Rm: log ( 1/Rf - 1 ).
• π (constante hidrofóbica): Rm_x (de cada muestra 2, 3, 4) - Rm_h (muestra patrón 1).
• π_x: log (P_RX/P_RH) > logP_Rx = π_x + logP_Rh > P_Rx = 10^{(πx + logP_Rh)}; P_Rh = coeficiente de reparto de la sulfonamida patrón (dato del problema).

Práctica 5: Estudio de la Cinética Enzimática

Metodología:

1. Se prepara una disolución de urea de 0.4 g en 100 ml de agua. Siguiendo las mediciones de la tabla, se obtienen 6 disoluciones de 50 ml, excepto la número 6, que es de 100 ml.
2. Se colocan 40 ml de la disolución 6 con el conductímetro y el núcleo magnético, y se obtienen mediciones hasta pasados 10 minutos. Se repite con todas las disoluciones, de menor a mayor concentración para evitar la limpieza del conductímetro. Los datos obtenidos se registran en una tabla.
3. Para obtener la velocidad inicial de reacción, se representa la concentración (C) frente al tiempo (T), se traza una tangente y se calcula la pendiente. Se omite el tiempo cero para evitar datos inestables en la línea de tendencia. Se obtienen los datos: concentración (S), velocidad (V), 1/(S) y 1/V. Reacción de catálisis de la ureasa: (NH₂)₂CO + H₂O > CO₂ + 2NH₃.

Cuestiones:

• Para obtener V_media y K_m se utilizan las ecuaciones de Lineweaver-Burk y Michaelis-Menten adaptada: (1/V) = (K_m/V_m) * (1/(S)) + (1/V_m).
• Se toman los 6 parámetros de 1/(S) frente a los 6 de 1/V. Representando la gráfica, se halla una línea de tendencia lineal y la pendiente (m).
• Si la pendiente m = (K_m/V_m), se sustituyen los datos de una de las 6 muestras en la ecuación y se despeja V_m. Después, se despeja K_m en m = (K_m/V_m).
• Unidades de velocidad enzimática: moléculas / segundo.
• La conductividad aumenta si la concentración de urea aumenta hasta un límite definido por la enzima.
• A mayor tiempo, mayor conductividad hasta que se agota el sustrato.

Práctica 2: Influencia del pH y del pKa en la Ionización de Fármacos

Metodología:

1. Se preparan disoluciones 1-6 siguiendo los parámetros de la tabla. Para la mitad de las disoluciones se utiliza HCl y para la otra mitad una disolución tampón.
2. Tras agitar y dejar reposar, se observa la formación de dos fases en los seis tubos (orgánica arriba e inorgánica abajo). Con capilares, se toman muestras de la fase orgánica y se aplican en placas cromatográficas con fase móvil de metanol. Cuando la fase móvil alcanza la altura adecuada, se retira la placa y se observa bajo luz UV, marcando las manchas visibles.

Cuestiones:

• Se calculan los Rf: altura mancha / altura fase móvil (todos próximos a 1).
• Se proporcionan los pKa de los fármacos utilizados. Se utiliza la ecuación de Henderson-Hasselbalch:
  • Ácidos: pH = pKa - log ((A^-)/(AH)) > ((A^-)/(AH)) = 10^{(pH - pKa)}.
  • Bases: pOH = 14 - pH; pKb = 14 - pKa; pOH = pKb + log ((BH⁺)/(B)) > ((B⁺)/(BOH)) = 10^{(pOH - pKa)}.

Las relaciones ionizada / no ionizada: cuanto menor el resultado, mayor intensidad.

Cuanto más cercano el pH a siete, más forma ionizada hay. Cuanto menor es el pKa, más forma ionizada hay.

Práctica 1: Simulación del Proceso de Absorción

Metodología:

Se preparan 3 tubos con 3 g de ketoconazol. El primero con 3 ml de éter y 3 ml de agua; el segundo con 3 ml de HCl 1 M y 6 ml de éter; y el tercero con 1 ml de NaOH 1 M y 3 ml de éter. Las fases orgánicas obtenidas se separan (0.5 ml) y se enrasan en tres matraces de 10 ml con éter. Se mide la absorbancia, tomando como referencia la absorbancia del éter etílico solo.

Resultados:

Tubo pH neutro (1): absorbancia media. Tubo pH ácido (2): absorbancia nula. Tubo pH básico (3): absorbancia alta.

En el tubo dos (pH 1) se simulan las condiciones del estómago (absorbancia > 1), por lo que se absorbe algo antes de pasar al intestino (disminuye la forma NO ionizada en la fase etérea). En el tubo 3 (pH 8) se simulan las condiciones del intestino (absorbancia > 2), lo que produce la máxima absorbancia (aumenta la forma NO ionizada en la fase etérea).

Práctica 4: Determinación de Coeficientes de Reparto

Metodología:

Experimento 1: Se preparan 40 ml de ácido mandélico y una disolución de NaOH 0.1 M a partir de una disolución 1 M. Se realiza la valoración y se mide la cantidad de NaOH gastado. Se repite la valoración y se saca la media.

Experimento 2: Se colocan en un embudo de decantación 10 ml de ácido mandélico y 10 ml de éter etílico. Tras agitar, se separan las dos fases. La fase acuosa (abajo) se mide en una probeta, y la fase orgánica se desecha. Se repite la decantación, y con las dos fases acuosas se realizan dos valoraciones con NaOH 0.1 M, obteniendo la media del valorante gastado.

Cuestiones:

Coeficiente de reparto (P): (concentración fase orgánica) / (concentración fase inorgánica). La referencia es uno.