Alteraciones celulares, hemostasia e inmunopatologías: neutrófilos, plaquetas y citometría de flujo

Alteraciones del núcleo

• Corpúsculo de Barr: pequeña masa de cromatina en neutrófilos de mujeres (inactivación de un cromosoma X).

• Neutrófilos hiposegmentados: núcleo con pocos lóbulos o en forma de anillo; pueden verse en Leucemia mieloide aguda (LMA).

• Neutrófilos hipersegmentados: núcleo con más de 5 lóbulos.

• Anomalía de Pelger-Hüet: neutrófilos con núcleo bilobulado o redondeado.

Alteraciones del citoplasma o gránulos

• Cuerpos de Döhle: pequeñas manchas azuladas en el citoplasma.

• Granulación tóxica: gránulos más grandes y abundantes por infección.

• Neutrófilos vacuolados: presencia de vacuolas en el citoplasma.

• Disgranularidad / hipogranularidad: pocos o ningún gránulo visible; frecuente en leucemias mieloides.

Inclusiones características en leucemias

• Bastones de Auer: estructuras en forma de aguja típicas de la Leucemia mieloide aguda (LMA).

• Manchas de Gumprecht: restos de linfocitos rotos típicos de la Leucemia linfocítica crónica (LLC).

Alteraciones genéticas o hereditarias

• Anomalía de May-Hegglin: grandes inclusiones en neutrófilos asociadas a alteraciones plaquetarias.

• Anomalía de Chédiak-Higashi: gránulos gigantes por defecto genético.

• Anomalía de Alder-Reilly: acumulación anormal de gránulos por depósito de mucopolisacáridos.

Hemostasia

Hemostasia primaria = plaquetas (tapón plaquetario).

Hemostasia secundaria = factores plasmáticos + fibrina (estabilización).

Hemostasia primaria (fase plaquetaria)

La lesión vascular expone colágeno y factor von Willebrand (vWF). Las plaquetas se adhieren al endotelio dañado mediante glicoproteínas de membrana. Se activan: cambio de forma, emisión de pseudópodos y liberación de gránulos (ADP, calcio, fibrinógeno). La agregación plaquetaria une plaqueta-plaqueta y forma un tapón plaquetario inicial, rápido e inestable.

Hemostasia secundaria (fase de coagulación)

Los factores de coagulación plasmáticos se activan en cascada. Se genera trombina, que transforma el fibrinógeno en fibrina. La fibrina polimeriza formando una malla que envuelve y estabiliza el tapón plaquetario, convirtiéndolo en un coágulo firme y duradero.

Funciones y conceptos clave

• Función del vWF: imprescindible para la adhesión plaquetaria al endotelio lesionado y para transportar el factor VIII.

• Activación plaquetaria: cambio de forma, seudópodos y liberación de gránulos (ADP, calcio, fibrinógeno) → amplificación de la agregación.

• Gránulos plaquetarios:

  • α: fibrinógeno, vWF, PDGF (Pregunta clásica).
  • Densos: ADP, ATP, calcio, serotonina.

• Relación plaquetas–coagulación: la plaqueta no solo forma el tapón, sino que sirve de superficie para la coagulación y formación de fibrina.

• Alteraciones clínicas clave:

  • Trastornos plaquetarios → falla de la hemostasia primaria → sangrado mucocutáneo, petequias.
  • Defectos en factores de coagulación → falla de la hemostasia secundaria → hematomas, hemorragias profundas.

Hipersensibilidad

HIPERSENSIBILIDAD
Respuesta inmune exagerada o inapropiada que provoca lesión tisular.

Clasificación

Tipo I (inmediata, <1 h): mediada por IgE (alergia).

Tipo II (citotóxica): IgG/IgM contra antígenos en la membrana celular → lisis.

Hipersensibilidad tipo I (alergia)

Primer contacto: no hay síntomas, pero se fabrican anticuerpos IgE. Estos anticuerpos se fijan a mastocitos y basófilos. Segundo contacto: el alérgeno activa esas células y liberan sustancias inflamatorias. Sustancia principal: histamina. Efectos: enrojecimiento, edema, picor, asma, anafilaxia.

Pruebas diagnósticas de alergia

• IgE total: mide la cantidad total de anticuerpos IgE en sangre. Si está alta y no hay parásitos, es probable alergia.

• IgE específica: detecta a qué sustancia concreta es alérgico el paciente.

• Prick test: pinchazo superficial en la piel con alérgenos.

• Test de activación de basófilos: mide si los basófilos se activan al contacto con un alérgeno.

• Liberación de histamina: mide cuánta histamina se libera al añadir un alérgeno.

Hipersensibilidad retardada (tipo IV)

Dermatitis de contacto: metales, perfumes, cosméticos. Prueba del parche: alérgeno sobre la piel, lectura a las 48–72 horas. Prueba de la tuberculina: inyección intradérmica; endurecimiento indica contacto previo.

Tipo III: inmunocomplejos IgG/IgM + Ag → depósito tisular → complemento.

Tipo IV (retardada, >12 h): linfocitos T → lisis celular o formación de granulomas.

Enfermedades autoinmunes

ENFERMEDADES AUTOINMUNES
Enfermedades en las que el sistema inmunitario ataca al propio organismo.

Por qué ocurren

• Factores genéticos.
• Factores hormonales (más frecuentes en mujeres).
• Factores ambientales, infecciones.

Tipos

Organoespecíficas: afectan a un solo órgano.
No organoespecíficas: afectan a muchos órganos.

Organoespecíficas importantes

• Tiroiditis de Hashimoto: el sistema inmune destruye la tiroides.
• Diabetes tipo 1: destrucción de las células que producen insulina.
• Hepatitis autoinmune: el sistema inmune ataca al hígado.
• Cirrosis biliar primaria: destrucción de los conductos biliares del hígado.
• Enfermedad de Addison: fallo de las glándulas suprarrenales.
• Enfermedad celíaca: reacción inmune al gluten.
• Vitíligo: destrucción de las células que producen melanina.

No organoespecíficas importantes

• Lupus eritematoso sistémico: afecta piel, riñón, articulaciones y otros órganos.
• Artritis reumatoide: inflamación crónica de las articulaciones.
• Esclerosis sistémica: endurecimiento de piel y órganos internos.
• Anemia hemolítica autoinmune: destrucción de glóbulos rojos.

Cómo se diagnostican

• Inmunofluorescencia: detecta anticuerpos dirigidos contra tejidos propios.
• Aglutinación: detecta anticuerpos típicos de artritis reumatoide.
• ELISA: mide anticuerpos de forma precisa y objetiva.

Técnicas de separación celular y citometría de flujo

1. Técnicas de separación celular

Sirven para aislar, identificar y estudiar poblaciones celulares con fines diagnósticos y de investigación. Son necesarias porque los tejidos tienen muchos tipos de células mezcladas. Tras separar células, se debe:

• Contarlas.
• Comprobar que están vivas (viabilidad).

2. Citometría de flujo

Técnica que analiza células en suspensión (sangre, médula ósea, otros líquidos). Permite:

• Identificar tipos de células.
• Saber su estado de activación.
• Analizar funciones celulares.

Se basa en anticuerpos unidos a sustancias fluorescentes que se fijan a moléculas de la célula. Su uso principal es identificar subpoblaciones de linfocitos.

3. Fundamento de la citometría de flujo

Las células pasan una a una delante de un láser. El láser ilumina cada célula y se mide la luz que produce.

Se analizan dos tipos de señales:

• Dispersión frontal de la luz: indica el tamaño celular.
• Dispersión lateral de la luz: indica la complejidad interna o granularidad.

Si la célula tiene anticuerpos fluorescentes, emite luz que indica qué moléculas posee. Lo importante: se analiza cada célula individualmente, no un promedio.

4. Separación celular por citometría (FACS)

Algunos citómetros pueden separar células específicas. Se les aplica una carga eléctrica y se aíslan subpoblaciones celulares puras. Sirve para estudios funcionales y de investigación.

5. Preparación de las muestras

La muestra debe:

• Representar bien el tejido.
• Tener pocas células rotas o agregadas.
• Conservar las características celulares.
• Tener suficientes células.

Las muestras sólidas se disgregan de forma mecánica o química. Hay que evitar métodos que alteren los marcadores celulares.

6. Componentes del citómetro de flujo

Sistema hidráulico
Conduce las células en un líquido isotónico en fila, una a una.

Sistema de iluminación
Láser que ilumina las células (488 nm es el más usado).

Sistema óptico
Recoge la luz dispersada y la fluorescencia mediante filtros y detectores.

Sistema electrónico
Convierte la luz en señales eléctricas y controla la separación celular.

Sistema de análisis de datos
Procesa la información y la muestra en gráficos.

7. Calibración y control del equipo

Es imprescindible para resultados fiables. Incluye:

• Calibración del láser con patrones.
• Control de calidad diario.
• Controles negativos, positivos y conocidos.
• Ajustes para evitar solapamiento de fluorescencias.

Se usan microesferas fluorescentes como referencia.

8. Análisis de resultados

Se mide:

• Número de células.
• Porcentaje de células positivas y negativas.
• Intensidad de fluorescencia.

Los resultados se comparan con controles y se repiten al menos tres veces.

Formas de representación:

• Histogramas: una o dos variables.
• Diagramas de dispersión: cada punto es una célula.
• Diagramas de contorno: representación tridimensional.

9. Aplicaciones de la citometría de flujo

Identificación celular en sangre
Permite clasificar células normales y patológicas. Determina linaje celular, maduración y activación.

Estudio de linfocitos
– Linfocitos T
– Linfocitos B
– Subpoblaciones específicas

Muy importante en inmunodeficiencias, trasplantes y VIH.

Leucemias y linfomas
– Diagnóstico preciso
– Clasificación del tipo de tumor
– Detección de enfermedad mínima residual
– Seguimiento de tratamientos

Otras aplicaciones
– Detección de células activadas
– Estudio de autoanticuerpos
– Diagnóstico de defectos celulares
– Estudio de basófilos en alergias

Cuantificación de moléculas
– Proteínas
– Anticuerpos
Usa microesferas fluorescentes para medir concentración.

10. Otras técnicas de separación celular

Centrifugación en gradiente
Separa por tamaño y densidad.

Formación de rosetas
Separa por capacidad de adhesión celular.

Panning para linfocitos
Placas con anticuerpos capturan una subpoblación concreta.

Separación inmunomagnética
Las células se marcan con partículas magnéticas y se separan con un imán. Puede ser:

• Selección positiva (se queda la célula deseada).
• Selección negativa (se eliminan las no deseadas).